Estabilidad de la quitosana derivada de quitina de langosta Panulirus argus, materia prima.

Autores/as

  • Nilia de la Paz Centro de Investigación y Desarrollo de Medicamentos. La Habana (Cuba).
  • Dania Pérez Instituto de Farmacia y Alimentos. La Habana (Cuba).
  • Mirna Fernández Instituto de Farmacia y Alimentos. La Habana (Cuba).
  • Caridad García Centro de Investigación y Desarrollo de Medicamentos. La Habana (Cuba).
  • Orestes López Centro de Investigación y Desarrollo de Medicamentos. La Habana (Cuba).
  • Antonio Nogueira Centro de Investigación y Desarrollo de Medicamentos. La Habana (Cuba).

Palabras clave:

Grado de desacetilación, Potenciometría, Quitosana, Validación de métodos analíticos, Estabilidad

Resumen

Objetivo: Estudiar la estabilidad de la quitosana derivada de langosta, materia prima, para lo cual se desarrolló y validó un método potenciométrico para la determinación del grado de desacetilación del biopolímero.

Materiales y Métodos: Se evaluaron los parámetros de linealidad, sensibilidad, robustez, exactitud, precisión y especificidad de un método potenciométrico. Se realizaron los estudios de estabilidad a tres lotes de quitosana elaborados a escala piloto, bajo condiciones aceleradas, por seis meses, y de vida de estante durante dos años. Se determinaron las características organolépticas, grado de desacetilación, pérdida por desecación y el conteo microbiológico al inicio y final del estudio.

Resultados y Discusión: Se demostró que el procedimiento desarrollado fue lineal en el rango de 1,25 a 3,75 mg/mL, con un límite de detección de 1 μg/mL y 3 μg/mL como límite de cuantificación, específico, preciso, exacto y robusto, por lo que puede ser empleado en el control de calidad y estudio de estabilidad del polímero. La quitosana, materia prima, mantuvo los parámetros que determinan su calidad, tanto en su etapa inicial como transcurridos seis meses en condiciones aceleradas (40 ± 2 °C, HR = 75 ± 5 %) y a los veinticuatro meses a temperatura ambiente (30 ± 2 °C, HR = 70 ± 5 %).

Conclusión: Se demostró que la quitosana, almacenada a temperatura ambiente y en lugares secos, en bolsas dobles de polietileno y sacos de papel multicapas, conserva durante veinticuatro meses sus características físicas, químicas y microbiológicas.

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Citas

Kurita K. Chemical modifications of chitin and chitosan. Plenum: New York; 1986.

Roberts GAF. Structure of chitin and chitosan. Macmillan Press: New York; 1992.

Agulló E, Mato R, Peniche C, Tapia C, Heras A, Pastor de Abram A. Generalidades. Programa CYTED, CIAD y Pontificia Universidad Católica del Perú, Perú; 2004.

Argüelles W, Heras A, Acosta N, Galed G, Gallardo A, Miralles B, et al. Caracterización de quitina y quitosano. Programa CYTED, CIAD y Pontificia Universidad Católica del Perú, Perú; 2004.

Hidalgo C, Suárez Y, Fernández M. Validación de una técnica potenciométrica para determinar el grado de desacetilación de la quitosana. Ars Pharm. 2008;49:245-57.

Chatelet C, Damour O, Domard A. Influence of the degree of acetylation on some biological properties of chitosan films. Biomaterials 2001;22(3):261-8.

Ravi Kumar MNV. A review of chitin and chitosan applications. React Funct Polym. 2000;46:1–27.

García T, Roca JM. Industrialización de los crustáceos para la obtención de quitosano en ungüento con efecto cicatrizante. Ind Data. 2008;11:24-32.

Kasaai MR. Various methods for determination of the degree of N-acetylation of chitin and chitosan: a review. J Agric Food Chem. 2009;57:1667-76.

Broussignac P. Chitosan: a natural polymer not well known by the industry. Chem Ind Genie Chim. 1968;99(9):1241-7.

Muzzarelli RAA. Chitin. Pergamon Press: Oxford; 1977

Xuan J, Lirong Ch, Wei Z. A new linear potentiometric titration method for the determination of deacetylation degree of chitosan. Carbohydr Polym. 2003;54:457-63.

Parada LG, Crespín GD, Miranda R, Katime I. Caracterización de quitosano por viscosimetría capilar y valoración potenciométrica. Rev Iberoam Polím. 2004;5(1):1-16.

Hernández H, Águila E, Flores O, Viveros EL, Ramos E. Obtención y caracterización de quitosano a partir de exoesqueletos de camarón. Superficies y Vacío. 2009;22(3):57-60.

Nieto OM. Quitina. Su estudio y utilización como fármaco acelerador de la cicatrización. Tesis Doctoral. Universidad de la Habana: Cuba; 1993.

Hidalgo C, Fernández M, Nieto OM, Paneque AA, Fernández G, Llópiz JC. Estudio de quitosanos cubanos derivados de la quitina de la langosta. Rev Iberoam Polím. 2009;10:1-17.

Shap J. Quality in manufacture of medicines and other healthcare products. Pharmaceutical Press: London; 2000.

Regulación No. 41. CECMED. Validación de Métodos Analíticos. MINSAP: Cuba; 2007.

ICH Q2A. Text on Validation of Analytical Procedures; 1995.

Regulación No. 23 CECMED. Requerimientos de los estudios de estabilidad para el registro de productos farmacéuticos nuevos y conocidos. MINSAP: Cuba; 2000.

De la Paz N, Fernández M, López OD, Nogueira A, García CM, Pérez D, et al. Optimización del proceso de obtención de quitosana derivada de quitina de langosta. Rev Iberoam Polím. 2012;13(3):103-16.

United State Pharmacopeia (USP 33). United States Pharmacopoeia XXXIII and National Formulary 28st; 2010.

Beltagi AM, Abdallah OM, Ghoneimc MM. Development of a voltammetric procedure for assay of the antihistamine drug hydroxyzine at a glassy carbon electrode: Quantification and pharmacokinetic studies. Talanta. 2008;74:851–9.

Rowe RC, Sheskey PJ, Quinn ME. Chitosan. Pharmaceutical Press: Italy; 2009.

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Publicado

2013-12-20

Cómo citar

1.
de la Paz N, Pérez D, Fernández M, García C, López O, Nogueira A. Estabilidad de la quitosana derivada de quitina de langosta Panulirus argus, materia prima. Ars Pharm [Internet]. 20 de diciembre de 2013 [citado 28 de marzo de 2024];54(4):16-23. Disponible en: https://revistaseug.ugr.es/index.php/ars/article/view/4651

Número

Sección

Artículos Originales